LEONARDO ALVES DE FARIA
Graduação em Medicina Veterinária pela Universidade Federal de Campina Grande (2007),
Especialização em Gestão Ambiental – IFRN (2010), Mestre em Medicina Veterinária.
As infecções por bactérias do gênero Mycoplasma têm chamado atenção das propriedades de criação de ovinos e caprinos no mundo. Em especial, na região Nordeste do Brasil, a Agalaxia Contagiosa dos Ovinos e Caprinos (ACOC) pelo Mycoplasma agalactiae desde os anos de 2001-2002 vêm sendo estudada após um surto na Paraíba e a primeira descrição completa da doença no país, causando mastite, agalaxia e artrite. (AZEVEDO et al., 2006).
No setor agrícola é notória a evolução da ovinocaprinocultura em níveis mundiais. O leite de cabra está se tornando um produto comum no mercado brasileiro e vem conquistando cada vez mais os consumidores, por possuir alto valor nutritivo e elementos necessários à nutrição humana. Além disso, os pequenos ruminantes têm papel importante na nutrição e na renda da população brasileira e mundial, com produção de milhões de toneladas de leite e carne por ano, mas também fornecendo pele e adubo. (SANTOS, 2009).
As infecções por Mycoplasma spp em ovinos e caprinos ocasionaram impacto econômico significativo nos rebanhos leiteiros do Nordeste brasileiro e do mundo, (AZEVEDO, 2005; McAULIFFE et al., 2008) possivelmente devido à falta de programas sanitários para prevenir a introdução e disseminação de agentes infecciosos, como por exemplo, o M. agalactiae principal agente da ACOC, que se disseminou no Brasil, em rebanhos nos estados da Paraíba, de Pernambuco e do Rio Grande do Norte (AZEVEDO et al., 2006) chamando a atenção para o problema dos criadores de pequenos ruminantes do Nordeste brasileiro. (MARINHO, 2008). O diagnóstico da ACOC nos rebanhos do semiárido brasileiro completou uma década, desde então vem sendo estudada pela preocupação dos pesquisadores e produtores com as perdas econômicas relevantes em consequência da mortalidade, perda progressiva de peso, queda na produção de leite, agalaxia, poliartrite, ceratoconjuntivite, raramente pneumonia, e a necessidade do sacrifício precoce de animais com artrite crônica e recidiva da enfermidade. (ALCÂNTARA, 2010; MACUM et al., 2010).
O impacto econômico mais acentuado advém da queda na produção de leite ou quando o animal desenvolve um quadro de agalaxia, dependendo da imunidade do rebanho acometido, pode se instalar rapidamente e atingir todos os animais em uma semana. Este prejuízo na economia paraibana é notório, devido a grande importância dos pequenos produtores de leite caprino. (AZEVEDO, 2005; BANDEIRA et al., 2008).
Pesquisas alternativas de tratamento que auxiliem na redução ou eliminação da infecção pelo M. agalactiae mostrou-se viável através da bioterapia, medicamento homeopático feito de acordo com a Farmacopeia Brasileira de Homeopatia, não oferecendo riscos a saúde humana e produção de leite e derivados, por não utilizar antibióticos.
O protocolo terapêutico com o bioterápico de M. agalactiae na D30 para ACOC se comportou compatível com o manejo da pecuária orgânica, reduziu custos com o medicamento (MARINHO, 2008) e não proporcionou efeitos significativos nas variáveis do eritrograma e leucograma (LUCENA, 2011).
O desenvolvimento e padronização do Elisa, método de diagnóstico rápido e barato, permite em algumas horas a identificação sorológica para acompanhamento do trânsito de animais, principalmente em eventos de grande aglomeração, de forma que evite a disseminação da infecção e contribuindo para a sustentabilidade da atividade, em especial na região semiárida (CAMPOS, 2008).
No Estado da Paraíba a soroprevalência em rebanhos de caprinos leiteiros do Cariri Ocidental foi 56,43% (307/544 das amostras) e a prevalência entre propriedades variou de 10% a 100%. Estes percentuais permitem concluir que a presença de anticorpos nas amostras analisadas indica que a infecção por M. agalactiae está disseminada na microrregião do Cariri Ocidental (ALCÂNTARA, 2010). A partir desses dados pode-se sugerir que alguns animais possuem resistência ou anticorpos suficiente para não desenvolverem a doença, ou ainda, são portadores assintomáticos contribuindo para a disseminação.
Em outro estudo 120 amostras de leite do Cariri Oriental e Ocidental da Paraíba foram testadas com o uso da reação em cadeia da polimerase (PCR) para verificar a ocorrência de M. agalactiae, nove (7,5%) apresentaram amplificação de apenas um fragmento com 360pb. As amostras que amplificaram este fragmento estavam presentes em 6/30 (20%) fazendas localizadas nos municípios de Amparo (SP), Santo André (SP) e Gurjão (PB) (BANDEIRA et al., 2008).
Após uma década de estudos no Brasil a ACOC não ganhou a devida atenção, de forma que possibilite a inclusão do controle da doença no Programa Nacional de Sanidade de Caprinos e Ovinos (PNSCO) e a discussão da possibilidade de implementar a vacinação como medida complementar para controlar a enfermidade (AZEVEDO, 2005).
O reservatório principal dos micoplasmas é o animal infectado em que os micro-organismos podem persistir por mais de um ano após a recuperação clínica, sendo adquirido pela ingestão de leite, em jovens ruminantes, e nos adultos pela ordenha (NICHOLAS; AYLING; McAULIFFE, 2008).
Existe também a possibilidade de infecção via respiratória, ocular, subcutânea, genital (MARINHO, 2008) e também constando na Lista B da Organização Mundial de Saúde Animal (OIE) como doenças suscetíveis de serem transmitidas pela inseminação artificial (WOUBIT et al., 2007, MACUM et al., 2010).
A possibilidade de espécies de ácaros estarem envolvidos na transmissão da micoplasmose em cabras é sugerida em documentos da Austrália quando se isolou Mycoplasmas patogênicos em cera e ácaros de ouvido (COTTEW, YEATS 1982; OTERO et al., 2009).
Nos Estados Unidos da América, Brasil e México também relatam esta hipótese, sendo descritos ácaros da espécie Raillietia caprae (FERRY, FACCINI, INADA, 2011). A associação entre Mycoplasma spp e os ácaros Raillietia caprae e Psoroptes cuniculi existe de forma que se suspeite da sua participação como vetor (RIBEIRO et al., 1997; MERCIER, 2007).
O isolamento e identificação do M. agalactiae em meios de cultivo específicos tem melhor resultado no leite, mas secreções ocular, nasal, vaginal, líquido articular, sangue, urina, sêmen, lavado de conduto auditivo e ácaros dos gêneros Raillietia e Psproptes são viáveis (AZEVEDO, 2005; OTERO et al., 2009; GÓMEZ-MARTÍNA et al., 2012). Os resultados de estudos confirmam que o canal auditivo deve ser considerado como um local de amostragem preferido para a detecção de micoplasmas em rebanhos de caprinos clinicamente normais (GIL et al., 1999).
E em áreas endêmicas de ACOC, a utilização de esfregaços de orelha permite a detecção de cabras infectadas dentro de um rebanho e têm sido propostos como uma base para medida de controle e uma método de reduzir o risco de novos focos clínicos principalmente quando se trata da admissão de bodes em centros de inseminação artificial (GÓMEZ-MARTÍNA et al., 2012).
O M. agalactiae foi capaz de colonizar o conduto auditivo externo de cabras após 5-15 dias da inoculação experimental intramamária (FE et al., 2010). Então a venda de animais portadores e o contato entre os animais durante o deslocamento entre rebanhos constituem fatores de risco para a disseminação (CAMPOS, 2008).
O risco potencial de transmissão de doenças infecciosas e parasitárias gera uma grande preocupação sobre o intercâmbio nacional e internacional de animais, obrigando a quase todos os países a implantarem rigorosos programas sanitários voltados para controle das importações, implicações epizootiológicas da presença de micro-organismos em ácaros do conduto auditivo não se centram na infecção do coletivo da exploração pecuária, como também na possível introdução de doenças exóticas no país importador (CARDOSO, 2003).
Vale ressaltar ainda a importância mundial do estudo das micoplasmoses, visto que a saúde das ovelhas e cabras é essencial para manter a produtividade e evitar prejuízos. Tendo como fatores mais importantes que desencadeiam perdas econômicas devido à presença de Micoplasmas em propriedades agropecuárias do mundo a mastite, agalaxia, artrite, ceratoconjuntivite, perda progressiva de peso, perdas na qualidade do sêmen, aumento dos custos com veterinários, vacinação e drogas para tratamento das infecções. (CARDOSO, 2004; GÓMEZ-MARTÍNA et al., 2012).
Para o futuro desenvolvimento é necessário incorporar conhecimentos e tecnologias na prevenção e no controle de doenças na ovinocaprinocultura, e assim, não só incrementar a produtividade e a saúde do rebanho, mas assumir posição estratégica no processo de comercialização, ao garantir a qualidade da carne, do leite e seus produtos, além de oferecer segurança ao consumidor e ao trânsito internacional de animais (SANTOS, 2009).
No sertão nordestino o ácaro Psoroptes cuniculi possui maior importância epidemiológica devido à alta prevalência, podendo estar envolvido na disseminação de micoplasmas entre caprinos desta região (SANTOS, 2009).
Este artrópode foi encontrado no conduto auditivo de caprinos sem sintomatologia clínica evidente, em Porto Alegre, Rio Grande do Sul, e em caprinos de Mossoró, região semiárida do Rio Grande do Norte (CARDOSO; OLIVEIRA, 1993, BEZERRA et al., 2010). Também foi verificado no Ceará em cabras, reprodutores caprinos e cabritos, já na microrregião de Patos se observou um quadro de otite clínica em caprinos (BEZERRA, 2007).
DIAGNÓSTICO DA AGALAXIA CONTAGIOSA
Sorologia (ELISA proteína G)
Para investigar a presença de anticorpos contra Mycoplasma agalactiae pelo ELISA indireto. Amostras de sangue serão obtidas por punção da veia jugular utilizando sistema de coleta a vácuo. Os tubos devem ser centrifugados e os soros transferidos para microtubos que poderão ser armazenados a -20ºC até a realização do teste sorológico.
Para detecção de anticorpos anti-M. agalactiae utilizado-se um ELISA indireto descrito por Campos et al. (2009). As placas são lavadas com água destilada, sensibilizadas com o antígeno e incubadas em câmara úmida “overnight” a 37º C.
Após, lavadas três vezes com PBS (Phosphate Buffer Saline) contendo 0,1% de Tween 20 (v/v) (PBS-T), as placas serão bloqueadas pela adição de BSA a 2% em PBS por 1 hora a 37ºC em câmara úmida. Será feito mais três lavagens com PBS-T e adicionado 100µL das amostras de soros diluídas em PBS contendo 2% de leite em pó desnatado e 10mM de EDTA (p/v), sendo distribuídas em cada poço e as placas incubadas em câmara úmida por 1 hora a 37ºC. Será realizada nova lavagem com PBS-T.
O total de 100µL do conjugado de proteína G-peroxidase diluído 1:90.000 será distribuído por poço e as placas incubadas em câmara úmida por 1 hora a 37ºC e posteriormente lavadas cinco vezes com PBS-T. Em seguida, se adicionará 100µL de solução tampão citrato-fosfato 0,1M, pH 5,0 contendo 0,1mg/ml de 3,3′,5,5′- tetramethylbenzidine (TMB) e 0,02% de peróxido de hidrogênio (v/v). Após 15 minutos, a reação será bloqueada com 100µL de ácido sulfúrico (H2SO4) 2N. A leitura da densidade óptica será com filtro de 450nm.
Cultura de Mycoplasma spp
Os cultivos são realizados em meio Hayflick modificado como descrito por Azevedo (2005). Em todas as amostras realiza-se diluições decimais seriadas até 10-1 e 10-6, em seguida semeados em tubos contendo meio líquido, incubados a 37ºC por 72 horas e posteriormente repicados para meio sólido, as placas serão incubadas em microaerofilia a 37ºC e observadas diariamente em microscópio estereoscópico com aumento de 80 a 120 vezes.
Quando colônias sugestivas de Mycoplasma spp forem observadas, fragmentos do ágar serão recortados e transferidos para o meio líquido e novamente cultivados como descrito anteriormente. A confirmação do isolamento de espécies de Mycoplasma spp nas amostras com aspecto de “ovo frito” são identificadas por PCR ou provas enzimáticas.
Os ácaros coletados nos lavados de conduto auditivo são separados e manipulados com estiletes entomológicos estéreis, sendo visualizados em microscópio estereoscópico (40-100X) no fluxo laminar. Cada amostra de lavado de ouvido e de ácaro será processada separadamente por animal.
Os ácaros serão lavados cinco vezes em meio Hayflick modificado de acordo com protocolo demonstrado por Cottew & Yeats (1982) e Santos (2009). As últimas lavagens (5ª ou 7ª) serão semeadas em meio líquido e sólido. Em seguida os ácaros serão macerados e processados para isolamento de micoplasmas em meio Hayflick modificado (líquido e sólido), como descrito anteriormente.
REFERÊNCIAS
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